广东化学制药热原检测

MAT法热原检测中，ELISA 加终止液后的读数时间需严格控制，以保障 IL-6 检测信号稳定。湖州申科生物MAT试剂盒说明书明确要求，终止液添加后需在 10 分钟内完成读数，且需避光操作 —— 原因在于，终止液（如硫酸）会终止 TMB 显色反应，但生成的黄色产物在光照下易降解，超过 10 分钟后 OD 值会下降，导致 IL-6 检测值偏低。读数前需进行 30 秒震荡混匀，确保孔内液体浓度均匀，避免因局部浓度差异导致复孔 OD 值波动。酶标仪波长需设置为 450nm，若仪器含 600nm 参考波长，可同时检测 600nm 波长以扣除背景干扰（如细胞碎片导致的光散射），提升检测准确性。需注意的是，读数时不可覆盖封板膜或盖子，避免膜上凝结的水蒸气滴入孔中，导致 OD 值异常升高。若因仪器故障无法及时读数，需将微孔板密封后置于 4℃避光保存，并在 30 分钟内完成读数，同时在记录中注明延迟原因，评估延迟对结果的影响（如延迟 20 分钟，OD 值可能下降 15%，需校正后使用）。

PBMC（外周血单个核细胞）的供体差异会直接导致热原检测结果的波动，主要体现在 IL-6 释放水平的不一致。不同供体的 PBMC，其单核细胞比例、TLR 受体表达量、免疫活性状态存在差异：有的供体 PBMC 受热原刺激后， IL-6 释放量高；有的则极低，甚至无明显响应。实验数据显示， PBMC 的标曲各浓度点相对偏差有高达 171.43%的，正是这种差异的体现，导致热原检测结果难以标准化，无法准确判断供试品热原是否超标，从而增加了药品的质量控制风险。

传统热原检测方法的局限性十分明显：鲎试验法只能特异性识别细菌内毒素，对非内毒素热原完全无响应；家兔热原试验虽能筛查全类型热原，但灵敏度低（检测限≥5EU/kg），无法检出微量非内毒素热原，且无法区分热原类型，难以追溯污染源头；单核细胞活化反应测定（MAT）的出现有效解决了上述难题，其关键优势在于：基于人源单核细胞的免疫应答机制，可同时识别所有具备生物活性的热原（包括内毒素与非内毒素），且检测灵敏度高（对病毒热原检测限低至pg级）；检测周期短（24-48小时），可满足产品快速放行需求；能通过细胞因子浓度定量评估热原活性，避免“无活性热原”的误判。

MAT 法热原检测的稳定性需从细胞、试剂、操作、样品四维度严格把控。细胞层面，细胞活性与纯度直接决定热原响应能力，活性不足会减少炎症因子分泌，纯度低则引入杂细胞干扰；细胞批次间一致性也关键，TLR 受体表达、倍增时间差异会导致结果波动。试剂与耗材方面，标准品效价需溯源国际标准，避免降解影响标曲；试剂盒中细胞因子需质控，防止外源热原污染；培养液、缓冲液及无热原耗材（吸头、西林瓶）若热原控制不当，易引发假阳性。操作上，加样手法要统一（如 8 通道移液器液面一致），孵育需 37℃、5% CO₂稳定环境，试剂配制浓度准确，设备（酶标仪、洗板机）定期校准，操作偏差会直接导致异常。样品层面，自身干扰物质（消除炎症成分、高盐）、pH 偏离 6-8 或微生物污染，会抑制细胞活化或引入外源热原，需针对性预处理。

MAT 法热原检测的关键机制是 “热原活化单核细胞 TLR 受体，触发炎症因子分泌”，TLR 受体的全覆盖是保障检测无遗漏的关键。不同热原需活化不同 TLR 受体：最常见的内毒素（LPS）主要活化 TLR4，而革兰氏阳性菌的非内毒素热原（如脂磷壁酸）需活化 TLR2/6，真菌多糖活化 TLR2/4，病毒核酸活化 TLR3/7/8 等。因此，MAT 试剂盒配套细胞需具备全覆盖的 TLR 受体表达—湖州申科生物通过 Western blot 验证，其 HL-60 细胞系表达 TLR1-TLR9，可响应各类热原。为进一步验证覆盖能力，申科用不同非内毒素热原配体（如脂磷壁酸、酵母多糖）刺激细胞，结果显示所有配体均能诱导 IL-6 分泌，且呈良好量效关系，证明试剂盒可检出各类热原。若细胞 TLR 受体覆盖不全（如缺失 TLR2），则无法检测革兰氏阳性菌的非内毒素热原，导致漏检风险，因此 TLR 受体的全覆盖是 MAT 法热原检测的关键技术指标之一。

在 MAT 热原检测中，单核细胞系与 PBMC（外周血单个核细胞）的检测结果稳定性差异明显。实验结果数据显示，单核细胞系的标曲 R² 达 1.000，各浓度点 CV 值极低（如 ST1 为 0.92%、ST2 为 1.5%），相对偏差均在 5% 以内；而 PBMC 的标曲 R² 为 0.997，部分浓度点 CV 值超 20%（如 ST2 为 39.6%、ST6 为 45.5%），相对偏差高达 171.43%。这种差异源于两者对热原反应的一致性—单核细胞系能稳定释放 IL-6，PBMC 则因供体差异导致 IL-6 释放水平波动，直接影响热原检测结果的重复性，单核细胞系更适配准确的热原定量需求。